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Ciencias Agrarias/ Agricultural Sciences
Revista Ciencia y Tecnología (2026) 19(2) p 11 - 19 ISSN 1390-4051; e-ISSN 1390-4043 https://doi.org/10.18779/cyt.v19i2.1223
Efecto de Trichoderma harzianum en la supresión de Pratylenchus spp. en el cultivo de banano (Musa
paradisiaca L.) variedad Gran William
Efecto de Trichoderma harzianum en la supresión de Pratylenchus spp. en el cultivo de banano (Musa paradisiaca L.)
variedad Gran William
Mauro Danilo Palacios Moran
, Juan Bautista Troncozo Correa
, Víctor Jorge García Gallirgos
, Willington Paul Alcívar
Macias
Universidad Técnica Estatal de Quevedo, Ecuador
Autor de correspondencia: juan.troncozo2017@uteq.edu.ec
Recibido: 16/10/2025. Aceptado: 10/06/2026.
Publicado el 3 de julio de 2026.
Resumen
L
os nematodos constituyen uno de los principales agentes
toparásitos responsables de las mayores pérdidas en
las plantaciones de musáceas. El género Trichoderma se ha
propuesto como una alternativa biológica para el control de
organismos patógenos. La presente investigación se desarrolló
en las instalaciones del Campus “La María” de la Universidad
Técnica Estatal de Quevedo, con el objetivo de evaluar el
efecto de Trichoderma harzianum sobre la población de
Pratylenchus spp. en el cultivo de banano variedad Gran
William. Se empleó un diseño completamente al azar (DCA)
con seis tratamientos y tres repeticiones: T1 (T. harzianum
1×10⁴ conidios mL⁻¹), T2 (T. harzianum 1×10⁶ conidios mL⁻¹),
T3 (T. harzianum 1×10⁸ conidios mL⁻¹), T4 (T. harzianum
1×10¹⁰ conidios mL⁻¹), T5 (control químico con nematicida) y
T6 (control sin aplicación). Los resultados demostraron que los
tratamientos con T. harzianum en las mayores concentraciones
(T3 y T4), así como el control químico (T5), fueron efectivos
en la disminución de la tasa neta reproductiva. Además, se
observó un efecto signicativo sobre variables morfológicas,
longitud y el peso total de las raíces. El tratamiento químico
(T5) presentó la mayor ecacia en la reducción de raíces no
funcionales y en la disminución de Pratylenchus spp., seguido
del tratamiento con T. harzianum a la concentración 1×10¹⁰
conidios mL⁻¹ (T4). Se evidenció el potencial de T. harzianum
como una alternativa biológica ecaz al uso de nematicidas
químicos, contribuyendo a un manejo de los nematodos en el
cultivo de banano.
Palabras clave: nematodes, conidia, biological control,
mycoparasite.
Abstract
N
ematodes are one of the main plant parasitic agents
responsible for the greatest losses in banana plantations.
The Trichoderma genus has been proposed as a biological
alternative for controlling pathogenic organisms. This
research was conducted at the “La María” Campus of the
Universidad Técnica Estatal de Quevedo. The objective
was to evaluate the eect of Trichoderma harzianum on the
Pratylenchus spp. population in banana Gran William variety.
A completely randomized design (CRD) was used with six
treatments and three replications: T1 (T. harzianum 1×10⁴
conidia mL⁻¹), T2 (T. harzianum 1×10⁶ conidia mL⁻¹), T3
(T. harzianum 1×10⁸ conidia mL⁻¹), T4 (T. harzianum 1×10¹⁰
conidia mL⁻¹), T5 (chemical control with nematicide) and T6
(control without application). The results demonstrated that
treatments with T. harzianum at the highest concentrations
(T3 and T4), as well as chemical control (T5), were eective
in reducing nematode decreasing the net reproductive rate. In
addition, a signicant eect was observed on morphological
variables root length and total weight. Chemical treatment
(T5) was most eective in reducing nonfunctional roots and
decreasing Pratylenchus spp., followed by treatment with T.
harzianum at a concentration of 1 × 10¹⁰ conidia mL⁻¹ (T4).
This demonstrated the potential of T. harzianum as an eective
biological alternative to chemical nematicides, contributing to
nematode management in banana crops.
Keywords: nematodes, conidia, biological control,
mycoparasite.
Palacios et al., 2026
2026. 19(2):11-19
Ciencia y Tecnología.12
Introducción
El banano (Musa paradisiaca L.) constituye uno de los
cultivos tropicales de mayor relevancia económica y social
a nivel mundial, al ser una fuente fundamental de alimento,
empleo e ingresos para millones de personas (Beteta Alvarado
et al., 2022). La producción mundial de banano supera los 120
millones de toneladas anuales, siendo cultivado en más de 130
países de las regiones tropicales y subtropicales (Subash y
Perumalsamy, 2024).
En Ecuador, el cultivo de banano representa un pilar
esencial de la economía nacional y del desarrollo agrícola
(Soto-Valenzuela et al., 2024). La producción nacional supera
los 7 millones de toneladas anuales, generando empleo directo
e indirecto a más de 2 millones de personas (Piedra-Bonilla y
Echeverría, 2024).
No obstante, la sostenibilidad de este cultivo enfrenta
serias amenazas tosanitarias, entre ellas la infestación
por nematodos toparásitos (Cuzco Jiménez et al., 2021).
Dentro de las especies más dañinas que afectan al cultivo se
encuentra Pratylenchus, un nematodo migratorio endoparásito
ampliamente distribuido en los sistemas bananeros tropicales
(Nomura et al., 2024). Este patógeno penetra las raíces,
donde se alimenta del contenido celular y provoca lesiones
necróticas que coalescen y limitan el ujo de savia (Castillo
Castillo et al., 2025). Pratylenchus se caracteriza por su rápida
reproducción, su adaptabilidad a diversos tipos de suelo y
su capacidad de sobrevivir en residuos vegetales (Castillo-
Arévalo, 2022b).
Tradicionalmente, el control de nematodos en banano se
ha basado en la aplicación de nematicidas químicos como el
fenamifos, oxamil o carbofurano, los cuales, si bien ofrecen
un efecto rápido, presentan serias limitaciones en términos
ambientales y de salud humana (Sandoval-Ruiz et al., 2022).
Estos productos pueden generar contaminación del suelo,
lixiviación hacia fuentes hídricas y acumulación de residuos
tóxicos, afectando la biodiversidad del agroecosistema
(Arboleda-Riascos et al., 2022).
En este contexto, el género Trichoderma ha cobrado
gran importancia como alternativa biológica en la protección
de cultivos frente a diversos patógenos del suelo, incluidos
los nematodos (López Martínez et al., 2022). Trichoderma
spp. son hongos lamentosos de vida libre, ampliamente
distribuidos en suelos agrícolas y rizosferas, reconocidos por
su capacidad antagónica, promotora del crecimiento vegetal
y de biocontrol (González-León et al., 2022). Actuando
mediante diversos mecanismos como el micoparasitismo,
la competencia por espacio y nutrientes, la producción de
enzimas líticas (quitinasas, glucanasas y proteasas) y la
liberación de metabolitos secundarios con efecto nematicida
y antibiótico (Abdulla et al., 2023).
Además, Trichoderma induce la resistencia sistémica
en las plantas, fortaleciendo sus defensas naturales frente
a ataques de organismos toparásitos (de Oliveira et al.,
2023). Ante lo expuesto, la presente investigación tuvo como
objetivo evaluar el efecto de Trichoderma harzianum sobre la
población de Pratylenchus spp. en el cultivo de banano (Musa
paradisiaca L.) variedad Gran William.
Materiales y métodos
Localización de la investigación
La investigación se llevó a cabo en las instalaciones del
Campus Universitario “La María” de la Universidad Técnica
Estatal de Quevedo, ubicado en el kilómetro 7,5 de la vía
Quevedo-El Empalme, a una altitud de 67 m sobre el nivel del
mar. Las coordenadas geográcas del sitio fueron 01° 05’ 02’’
de Latitud Sur y 79° 29’ 54’’ de Longitud Oeste.
Diseño experimental
La investigación se estructuró en dos fases: una in vitro y otra
in vivo. En ambas se evaluaron cuatro cepas de Trichoderma
harzianum a diferentes concentraciones. Se establecieron
seis tratamientos experimentales: cuatro con aplicaciones de
Trichoderma spp. en concentraciones de 1x10⁴, 1x10⁶, 1x10⁸
y 1x10¹⁰ conidios mL⁻¹, un tratamiento con control químico
mediante nematicida, y un tratamiento control sin aplicación.
Se empleó un diseño completamente al azar (DCA) con seis
tratamientos y tres repeticiones. Cada uno de los tratamientos
in vitro se conformaron por doce cajas Petri y doce plántulas
de banano, cultivadas bajo condiciones de invernadero para el
ensayo in vivo.
Aislamiento e identicación morfológica de Pratylenchus
spp.
El aislamiento de los nematodos del género Pratylenchus spp.
se realizó siguiendo la metodología propuesta por de Souza
Junior (2023). Se recolectaron cinco muestras de raíces de
aproximadamente 100 g, tanto de la planta madre como del
hijo, las cuales se sometieron a un proceso de tamizaje para la
extracción de los nematodos. Posteriormente, el aislamiento
se efectuó de acuerdo con la técnica descrita por de Castillo
Castillo et al. (2025). Para ello, las raíces se licuaron (100
g) en 500 mL de agua y se dejaron en reposo durante 10
minutos. La suspensión obtenida se ltró a través de un juego
de tamices superpuestos con aberturas de 500, 90 y 25 µm,
respectivamente. Los restos retenidos en la criba de 90 µm se
transrieron al embudo de Baermann, utilizando papel toalla
como ltro y 40 cc de agua destilada. Luego de un periodo
de 24 a 48 horas, las formas móviles de los nematodos
atravesaron el ltro y se recolectaron en un volumen de 5 a
10 mL de agua.
La identicación morfológica de Pratylenchus spp. se
realizó mediante observación microscópica con aumentos
de 10x y 40x, utilizando las claves taxonómicas propuestas
por Bucki et al. (2020). La identicación se basó en
características morfológicas de las hembras, como la región
labial, el estilete, el sistema excretor, el intestino medio, los
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órganos reproductivos y la presencia o ausencia de machos,
los cuales son poco frecuentes en muchas especies del género.
Se tomaron 30 µL de la suspensión para su observación en un
portaobjetos.
Multiplicación de Pratylenchus spp. en discos de zanahoria
La multiplicación del nematodo se llevó a cabo empleando
la técnica de discos de zanahoria descrita por Esteves et al.
(2019). Se seleccionaron zanahorias frescas y sanas, de forma
cilíndrica y aproximadamente 3 cm de diámetro, las cuales
fueron peladas, lavadas con agua estéril y cortadas en discos
de 3 a 5 mm de espesor. Los discos se desinfectaron con
hipoclorito de sodio al 10 % durante cinco minutos y luego
se enjuagaron con agua estéril para eliminar residuos del
desinfectante. Posteriormente, fueron ameados, asperjados
con alcohol al 90 % y colocados en placas Petri que contenían
25 mL de agar noble al 2 %, suplementado con penicilina a
una concentración de 400 mg/500 mL.
Los nematodos obtenidos del aislamiento fueron
esterilizados con penicilina y ampicilina, mediante un
proceso de centrifugación a 3.500 rpm durante 60 segundos,
que se repitió tres veces para garantizar la eliminación de
contaminantes. Una vez esterilizados, aproximadamente 50
nematodos en un volumen de 50 μL fueron inoculados en los
discos de zanahoria, los cuales se incubaron a 28 °C durante
30 días para permitir su multiplicación. Posteriormente, se
cuanticó la población de nematodos obtenida, considerando
la relación entre el número de nematodos observados y el
volumen de agua empleado en el proceso de extracción.
Cultivo y multiplicación de los aislamientos de Trichoderma
spp.
Se cultivaron colonias puras de cuatro aislamientos de
Trichoderma spp. en medio Papa Dextrosa Agar (PDA) al
100 %, ajustado con hidróxido de potasio al 85 %, según la
metodología descrita por Abdulla et al. (2023). Los cultivos
se incubaron a 24 °C durante dos semanas para promover el
crecimiento micelial y la esporulación. Posteriormente, se
extrajeron discos de 5 mm de diámetro que contenían micelio
y estructuras reproductivas, los cuales se transrieron a nuevas
placas Petri con PDA al 100 % en condiciones asépticas para
su multiplicación. Los aislamientos se mantuvieron a 24 °C
durante dos semanas adicionales. A partir de los cultivos puros
de Trichoderma spp., se preparó una suspensión de conidios
mL⁻¹ de acuerdo con el método descrito por Guo et al. (2022).
Inoculación in vitro de Trichoderma spp. contra
Pratylenchus spp.
La evaluación in vitro se efectuó aplicando una suspensión de
conidios mL⁻¹ de Trichoderma spp. (10² conidios mL⁻¹) sobre
la plataforma de reproducción basada en discos de zanahoria.
En cada unidad experimental se enfrentaron los hongos con
poblaciones de Pratylenchus spp., incluyendo huevos y
juveniles (J2). En el caso de los huevos, se colocaron 10 µL
de una suspensión con 10 huevos esterilizados, mientras que
para los juveniles se utilizaron 20 µL con 20 individuos. Las
observaciones se realizaron cada 12 horas durante un periodo
de 2 a 7 días. La viabilidad de los nematodos se determinó
observando su movilidad. Se consideró como nematodo
muerto aquel que no presentaba movimiento y no recuperaba
movilidad ante estímulos mecánicos realizados con una bra
de brocha.
Preparación del suelo y establecimiento del experimento
in vivo
Para el ensayo in vivo se utilizó una mezcla de suelo
franco arcilloso y turba negra en una proporción 2,1. El
sustrato fue esterilizado mediante solarización durante
dos semanas, empleando polímeros plásticos negros para
evitar la proliferación de microorganismos contaminantes.
Posteriormente, se llenaron fundas plásticas de 12 × 16
pulgadas con el sustrato solarizado, donde se trasplantaron
plántulas meristemáticas de banano variedad Gran William
de aproximadamente 10 cm de altura, bajo condiciones
controladas de invernadero.
La primera aplicación del biocontrolador se realizó
al momento del trasplante. Posteriormente, se realizaron
aplicaciones adicionales a los 8, 15, 22, 35 y 45 días después
del trasplanta (ddt). Las inoculaciones de aproximadamente
12.000 individuos de Pratylenchus spp. se realizaron treinta
días después del trasplante. La inoculación se realizó mediante
perforaciones alrededor del sistema radicular, aplicando la
suspensión con una micropipeta.
El tratamiento químico se aplicó a los 45 días después del
trasplante, utilizando un nematicida comercial (Fluopyram) en
la dosis recomendada por el fabricante. Todas las plantulas
recibieron una fertilización básica de 5 g por plántula de un
fertilizante completo NPK (10-30-10) a los 20, 30 y 40 días
después de la inoculación de Trichoderma spp. Los riegos
se realizaron dos veces por semana. Durante el periodo
experimental se retiraron las hojas senescentes de las plántulas
para mantener un estado tosanitario óptimo.
Variables evaluadas
Determinación de la eclosión de huevos de nemátodos (in
vitro)
Los huevos de Pratylenchus spp. fueron extraídos a partir
de raíces infestadas mediante lavado y tamizado, seguido
de su puricación en agua destilada estéril. Posteriormente,
se cuanticaron utilizando una cámara de conteo y se ajustó
la suspensión a una concentración uniforme de 100 huevos
por unidad de volumen. Para cada tratamiento, se colocó un
volumen determinado de la suspensión de huevos en placas
de Petri, a las cuales se añadió la suspensión de conidios
de T. harzianum a diferentes concentraciones. Las unidades
experimentales se incubaron en condiciones controladas
de temperatura (25 ± 2 °C). La eclosión de los huevos se
evaluó a intervalos de 48 horas mediante observación directa
Palacios et al., 2026
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en microscopio estereoscópico, contabilizando el número
de juveniles eclosionados y huevos no eclosionados. El
porcentaje de inhibición de la eclosión se calculó en relación
con el control, utilizando la proporción de huevos que no
lograron eclosionar en cada tratamiento.
Porcentaje de nematodos muertos (in vitro)
Se evaluó mediante la observación directa bajo microscopio,
registrando el número de nematodos vivos a las 48 horas
posteriores a la aplicación del antagonista. Para cuanticar
el grado de inhibición se empleó una escala semicuantitativa,
donde: 1 = todos los nematodos vivos; 2 = 25 % muertos; 3 =
50 % muertos; 4 = 75 % muertos; 5 = 100 % muertos.
Tasa neta reproductiva de Pratylenchus spp. (in vitro)
Se determinó el número de individuos presentes en las
placas Petri luego de 48 horas de exposición al antagonista,
registrando el porcentaje de nematodos que lograron
reproducirse en comparación con el número inicial.
Longitud de raíces (cm)
La longitud radicular se midió desde la base del tallo hasta el
extremo de la raíz más larga, utilizando una regla milimetrada
al nal de la evaluación.
Peso total de raíces por planta (g)
Las raíces de cada plántula se lavaron cuidadosamente para
eliminar los residuos de suelo y se registró el peso fresco
total (raíces funcionales y dañadas) mediante el uso de una
balanza analítica (Ohaus). La medición se efectuó a los 90
días después de la siembra (ddt).
Porcentaje de raíces funcionales
Se consideraron raíces funcionales aquellas que no presentaron
daño o necrosis avanzada. El porcentaje de raíces funcionales
se determinó aplicando la siguiente fórmula (ver Ecuación 1):
(1)
Tratamiento de los datos
Se vericó los supuestos del análisis de varianza. La normalidad
de los residuos se evaluó mediante la prueba de Shapiro-Wilk,
mientras que la homogeneidad de varianzas se vericó con
la prueba de Levene. Una vez comprobados los supuestos, se
procedió a realizar un Análisis de Varianza (ANOVA). En los
casos en que el ANOVA mostró diferencias estadísticamente
signicativas (p ≤ 0,05), se aplicó la prueba de comparación
de medias de Tukey al 95 % de probabilidad. La tabulación
de los datos se efectuó en Microsoft Excel, mientras que el
análisis estadístico en InfoStat, versión estudiantil 2021.
Resultados
Inhibición de eclosión de huevos (in vitro)
En la variable de inhibición de la eclosión de huevos (in vitro),
se encontraron diferencias signicativas entre tratamientos
donde el T5 (Control químico (nematicida)) y T4 (T. harzianum
1x10
10
conidios mL⁻¹) inhibieron la eclosión de los huevos de
Pratylenchus con (74 y 70 %) respectivamente. A medida que
se disminuye la carga de los conidios de Trichoderma spp. la
actividad antagónica se ve reducida, donde el tratamiento T3
(T. harzianum 1x10
8
conidios mL⁻¹) con 39 %, el tratamiento
T1 (T. harzianum 1x10
4
conidios mL⁻¹) y T2 (T. harzianum
1x10
6
conidios mL⁻¹) ambas con 20 %, en comparación al T6
(Control) que no presentó inhibición eclosión de huevos de
nematodos (Figura 1).
Figura 1. Inhibición de eclosión de huevos de Pratylenchus spp. (in vitro)
Nota. Las barras expresan la media y las líneas verticales sobre la media muestran la desviación estándar. Letras diferentes
denotan diferencias signicativas (p < 0,05) entre tratamientos.
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Porcentaje de nematodos muertos (in vitro)
En la variable de número de nematodos muertos (in vitro),
se encontraron diferencias signicativas entre tratamientos.
La aplicación de T5 (Control químico (nematicida)) y T4
(T. harzianum 1x10
10
conidios mL⁻¹) ocasionan la muerte de
mayor del (90 y 87 %) respectivamente. La aplicación del
tratamiento T3 (T. harzianum 1x10
8
conidios mL⁻¹) con 70 %
de nematodos muertos de estados juveniles (J2). A diferencia
del tratamiento T1 (T. harzianum 1x10
4
conidios mL⁻¹) y T2
(T. harzianum 1x10
6
conidios mL⁻¹) con la disminución de
las conidios reduce su efectividad antagonista con 50 %, en
comparación al T6 (Control) que presentó 5 % de mortalidad
(Figura 2).
Tasa neta reproductiva de Pratylenchus spp. (in vitro)
En la variable de tasa neta reproductiva de Pratylenchus
spp. (in vitro) en el experimento (in vitro), se mostraron
diferencias signicativas entre tratamientos. La aplicación
de T5 (Control químico y T4 (T. harzianum 1x10
10
conidios
mL⁻¹) ocasionaron la menor tasa de reproductividad (10 y
20 %) respectivamente. La aplicación de tratamiento T3 (T.
harzianum 1x10
8
conidios mL⁻¹), T2 (T. harzianum 1x10
6
conidios mL⁻¹) y T1 (T. harzianum 1x10
4
conidios mL⁻¹)
que tuvieron tasas reproductivas mayores (43, 44 y 48 %)
respectivamente, en comparación al T6 (Control) que presentó
90 % de reproductividad (Figura 3).
Figura 2. Porcentaje de nematodos muertos (in vitro)
Nota. Las barras expresan la media y las líneas verticales sobre la media muestran la desviación estándar. Letras diferentes
denotan diferencias signicativas (p < 0,05) entre tratamientos.
Figura 3. Tasa neta reproductiva de Pratylenchus spp. (in vitro)
Nota. Las barras expresan la media y las líneas verticales sobre la media muestran la desviación estándar. Letras diferentes
denotan diferencias signicativas (p < 0,05) entre tratamientos.
Palacios et al., 2026
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Longitud de raíces (cm)
La aplicación de
Trichoderma harzianum
inuyó
signicativamente en la longitud del sistema radicular de las
plántulas de banano. Los tratamientos T5 (control químico)
y T4 (
T. harzianum
1×10¹⁰ conidios mL⁻¹) registraron las
mayores longitudes de raíz, con valores de 74,48 y 73,38 cm,
respectivamente, siendo estadísticamente superiores al resto
de los tratamientos. Por su parte, T1 (
T. harzianum
1×10⁴
conidios mL⁻¹), T2 (
T. harzianum
1×10⁶ conidios mL⁻¹),
T3 (
T. harzianum
1×10⁸ conidios mL⁻¹) y T6 (control)
presentaron longitudes radiculares de 65,44; 64,66; 63,54 y
65,66 cm, respectivamente, sin diferencias estadísticas entre
ellos (Figura 4).
Peso total de raíces por plántulas
En el peso total de raíces por plántula se encontraron
diferencias signicativas entre tratamientos. El tratamiento
T4 (
Trichoderma harzianum
1×10¹⁰ conidios mL⁻¹)
presentó el mayor peso radicular, con un valor de 195,13 g,
siendo estadísticamente superior al resto de los tratamientos
evaluados. En contraste, el tratamiento T3 (
T. harzianum
1×10⁸ conidios mL⁻¹) registró el menor peso de raíces, con
117,73 g, mostrando diferencias signicativas respecto a
T4. Por otro lado, los tratamientos T1 (
T. harzianum
1×10⁴
conidios mL⁻¹), T2 (
T. harzianum
1×10⁶ conidios mL⁻¹), T5
(control químico) y T6 (control) presentaron pesos radiculares
de 136,00; 147,26; 165,33 y 131,46 g, respectivamente, sin
diferencias estadísticas entre ellos (Figura 5).
Figura 4. Longitud radicular de las plántulas de banano después de la aplicación de los tratamientos.
Nota. Las barras expresan la media y las líneas verticales sobre la media muestran la desviación estándar. Letras diferentes
denotan diferencias signicativas (p < 0,05) entre tratamientos.
Figura 5. Peso total de raíz de la plántula de banano después de la aplicación de los tratamientos.
Nota. Las barras expresan la media y las líneas verticales sobre la media muestran la desviación estándar. Letras diferentes
denotan diferencias signicativas (p < 0,05) entre tratamientos.
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Porcentaje de raíces funcionales
En las variables raíces funcionales por plántula, no se
encontraron diferencias signicativas entre tratamientos. Bajo
las condiciones del estudio, la aplicación de T. harzianum no
generó un efecto sobre la funcionalidad radicular del cultivo
de banano.
Discusión
Los resultados obtenidos demostraron que las concentraciones
más elevadas de T. harzianum, particularmente el tratamiento
T4 (1×10¹⁰ conidios mL⁻¹), ejercieron un efecto signicativo
en la inhibición de la eclosión de los huevos de Pratylenchus
spp. La inhibición puede atribuirse a la liberación de
metabolitos secundarios y enzimas extracelulares como
quitinasas, proteasas y glucanasas, las cuales degradan
las cubiertas de los huevos o intereren en el desarrollo
embrionario del nematodo (Nafady et al., 2022). De acuerdo
con lo descrito por Singh et al. (2023), T. harzianum produce
compuestos volátiles (6-pentyl-α-pirona, peptaiboles y
harzianolidas) que afectan directamente la viabilidad de los
huevos de nematodos. Resultados similares fueron reportados
por d’Errico et al. (2022), quienes observaron una reducción
del 68 % en la eclosión de huevos de Meloidogyne incognita
tras la aplicación de T. harzianum.
En la variable número de nematodos muertos (in vitro),
los tratamientos T4 y T5 mostraron alta mortalidad. La
letalidad inducida por T. harzianum podría explicarse por su
capacidad para parasitar directamente los estadios juveniles
del nematodo (J2), adhiriéndose a la cutícula y penetrándola
mediante la acción combinada de enzimas líticas y presión
mecánica del micelio (Ahmad et al., 2022). Este tipo de
interacción micoparasítica ha sido ampliamente documentado
por e Silva et al. (2022), quienes demostraron que T. harzianum
causa deformaciones y colapso en la estructura cuticular de M.
javanica.
En cuanto a la tasa neta reproductiva (in vitro), se observó
una reducción en los tratamientos T4 y T5, frente al control
sin aplicación. Este efecto sugiere una interferencia directa de
T. harzianum en los procesos reproductivos de Pratylenchus
spp., posiblemente mediante la producción de compuestos
antifecundativos o la alteración de señales químicas que
regulan la oviposición (Moo-Koh et al., 2022). Según lo
señalado por Kassam et al. (2023), Trichoderma spp. puede
alterar la homeostasis hormonal del nematodo mediante
la secreción de ácido indolacético y otros compuestos que
intereren con su siología reproductiva.
Respecto a la longitud de raíces, los tratamientos T4 y T5
promovieron un mayor desarrollo radicular, evidenciando el
doble efecto del biocontrolador: la supresión de nematodos
y la estimulación del crecimiento vegetal. Se sustenta
en la capacidad de T. harzianum para inducir resistencia
sistémica adquirida (ISR) y producir tohormonas como
ácido giberélico y ácido indolacético (IAA), que estimulan la
elongación celular y la formación de raíces laterales (Singh et
al., 2023). Alınç et al. (2021), reportaron que la aplicación de
T. harzianum T22 incrementó la longitud radicular en tomate
debido a la acción conjunta de metabolitos promotores del
crecimiento y la mejora de la absorción de nutrientes. De
manera similar, Sanó et al. (2022), observaron un incremento
de 25 % en la longitud de raíces en plántulas de banano
inoculadas con Trichoderma asperellum.
En la variable peso total de raíces por plántula, el
tratamiento T4 (1×10¹⁰ conidios mL⁻¹) registró el mayor peso,
superando incluso al tratamiento químico. Este incremento
puede atribuirse a la mejora en la estructura radicular y
a la reducción del estrés causado por la infestación de
nematodos, lo cual permite un mayor desarrollo y exploración
del suelo (Ganeshan et al., 2021). Además, Trichoderma
mejora la solubilización de nutrientes y la disponibilidad de
fósforo, hierro y micronutrientes, optimizando la eciencia
fotosintética y el metabolismo vegetal (Castillo Castillo et al.,
2025). Resultados similares fueron reportados por Castillo-
Arévalo (2022a), quienes observaron un aumento del 30
% en el peso radicular de plantas de plátano tratadas con T.
harzianum frente a los controles no tratados.
Conclusiones
Los resultados demostraron que Trichoderma harzianum,
particularmente en la concentración de 1×10¹⁰ conidios mL⁻¹,
constituyó una estrategia de biocontrol altamente ecaz para
la supresión de Pratylenchus spp. en plántulas de banano, al
disminuir de manera signicativa la eclosión de huevos, la
supervivencia de juveniles y la capacidad reproductiva del
nematodo. Este efecto antagonista se vio acompañado por
mejoras morfosiológicas en el sistema radicular, expresadas
en un incremento notable de la longitud y el peso total de
las raíces, lo que conrma un doble efecto de protección
tosanitaria y bioestimulación vegetal. Estos hallazgos
posicionan a T. harzianum como una alternativa sostenible
y prometedora para su integración en programas de manejo
integrado de nematodos, permitiendo reducir la dependencia
de agroquímicos y fortalecer la resiliencia del cultivo frente a
presiones toparasitarias.
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